Современные аспекты пренатальной диагностики

Цель обзора: провести сравнительный анализ методов диагностики адекватной имплантации эмбрионов в рамках программ вспомогательных репродуктивных технологий (ВРТ).

Основные положения. Врожденные пороки развития плода представляют собой важную медицинскую и социальную проблему, значимость которой связана с их высокой частотой — 2–3-е место в структуре перинатальной и младенческой смертности. Численность врожденной и наследственной патологии в популяции составляет в среднем 5% от числа новорожденных детей, среди которых на пороки развития приходится 2,5%, на хромосомные дефекты — 0,8%, на моногенные заболевания — 1%[1]. Следует отметить, что актуальность данной проблемы обосновывается не только частотой летальных исходов, но и наличием тяжело протекающих хронических заболеваний, ведущих к инвалидизации. Внедрение в клиническую практику современной диагностики и профилактики врожденной и наследственной патологии будет способствовать существенному снижению объемов социальных и экономических затрат.

Заключение. За последние годы в области вспомогательной репродукции были достигнуты значительные успехи, благодаря применению преимплантационного генетического тестирования. Однако дополнительные генетические данные — такие как хромосомный мозаицизм у эмбрионов, протестированных на моногенные заболевания, поставили новые задачи перед генетическим консультированием

Омиксные технологии значительно расширили возможности идентификации новых потенциальных биомаркеров для характеристики жизнеспособных эмбрионов и восприимчивости эндометрия, а также предоставили огромный выбор ключевых молекул для выявления причин неудач имплантации или других связанных с ними нарушений. Вместе с тем остается открытым вопрос об этических аспектах использования данных методов.

Разработка и применение передовых геномных технологий оказывают все большее влияние на комплексную диагностику и лечение бесплодных пар, требуют тесного сотрудничества между специалистами вспомогательной репродукции и клинической генетики.

[1] Анализ результатов раннего пренатального скрининга в Российской Федерации «АУДИТ-2019». Информационно-справочные материалы. М.; 2019.

Ключевые слова: врожденные пороки развития, вспомогательные репродуктивные технологии, пренатальная диагностика

Фицева Ж.Б., Цахилова С.Г., Казенашев В.В, Юлова Л.В. Современные аспекты пренатальной диагностики // Женское здоровье и репродукция. 2022. № 3 (54). URL: https://whfordoctors.su/statyi/sovremennye-aspekty-prenatalnoj-diagnostiki/(дата обращения: дд.мм.гггг)

Modern aspects of prenatal diagnosis

Zh.B Fitseva^1,2, S.G. Tsakhilova², V.V. Kazenashev², L.V. Yulova³

¹City Clinical Hospital named after V. P. Demikhov, Moscow, Russian Federation

²Moscow State Medical and Dental University named after A.I. Evdokimov, Moscow, Russian Federation

³Moscow City Research Institute of Emergency Medicine named after N. V. Sklifosоvsky, Moscow, Russian Federation

 

Abstract

Objective of the Review: to conduct a comparative analysis of methods for diagnosing adequate embryo implantation in the framework of ART programs.

Key points.  Congenital malformations of the fetus are a very important medical and social problem, the significance of which is associated with their high frequency, the second or third place in the structure of perinatal and infant mortality. The number of congenital and hereditary pathologies in the population averages 5% of the number of newborns, among which malformations account for 2.5%, chromosomal defects - 0.8% and monogenic diseases - 1%. It should be noted that the relevance of this problem is based not only on the frequency of deaths, but also on the presence of severe chronic diseases leading to disability. Without any doubt, the introduction of modern diagnostics and prevention of congenital and hereditary pathologies into clinical practice will contribute to a significant reduction in social and economic costs.

Conclusion. Significant advances have been made in assisted reproduction in recent years through the use of PGT, a well-established, accurate and safe clinical procedure. However, additional genetic findings, such as chromosomal mosaicism in embryos tested for monogenic diseases, have presented new challenges for genetic counseling.

Omix technologies have greatly expanded the ability to identify new potential biomarkers to characterize viable embryos and endometrial receptivity, and have provided a huge selection of key molecules that are useful in identifying the molecular causes of implantation failures or other associated disorders. At the same time, the question of the ethical aspects of using these methods remains open.

The development and use of advanced genomic technologies have an increasing impact on the comprehensive diagnosis and treatment of infertile couples. The further development and application of these modern techniques requires close collaboration between the field of assisted reproduction and clinical genetics.

Keywords: prenatal diagnosis, congenital malformations, assisted reproductive technologies.

Ж.Б. Фицева^{1, 2}, С.Г. Цахилова², В.В. Казенашев², Л.В. Юлова³

¹ГБУЗ города Москвы «Городская клиническая больница имени В.П. Демихова ДЗМ»; Россия, г. Москва

²ФГБОУ ВО «Московский государственный медико-стоматологический университет имени А.И. Евдокимова» Минздрава России; Россия, г. Москва

³ГБУЗ города Москвы «Научно-исследовательский институт скорой помощи имени Н.В. Склифосовского ДЗМ»; Россия, г. Москва

Пренатальная диагностика особенно важна при беременности, наступившей с применением вспомогательных репродуктивных технологий (ВРТ): экстракорпорального оплодотворения (ЭКО), ИКСИ, переноса женских и мужских гамет в маточные трубы и др. Вероятность возникновения врожденных пороков развития у детей, зачатых в результате ВРТ, повышен, так как к их применению чаще прибегают женщины позднего репродуктивного возраста (старше 30 лет), часто с акушерско-гинекологической и экстрагенитальной патологией [1]. Зачастую у супружеских пар обнаруживаются генетические факторы, приводящие как к бесплодию, так и к генетической неполноценности. Имплантация эмбриона является одним из наиболее важных моментов в каждой программе ЭКО. Перенос жизненно важного эмбриона в восприимчивый эндометрий имеет важное значение для достижения беременности в цикле вспомогательной репродукции [1–3]. Несмотря на многие достижения, процесс имплантации эмбрионов достаточно проблематичен.

ВРТ предполагают получение, культивирование эмбрионов и перенос их в полость матки. Отбор эмбрионов наиболее высокого качества на основе исключительно их морфологических свойств сегодня считается недостаточным [4]. После переноса эмбриона хорошего качества не всегда происходит адекватная имплантация трофобласта в спиральные артерии матки. Одним из предполагаемых факторов неуспешной имплантации считается наличие хромосомных аномалий у морфологически хороших эмбрионов. Анеуплоидии являются ведущей причиной неудачной имплантации и прерывания беременности на ранних сроках [5]. Частота хромосомных аномалий в эмбрионах, полученных от женщин старшего репродуктивного возраста, гораздо выше [4]. Значительная часть анеуплоидных эмбрионов способна достичь самых высоких баллов по морфологической шкале, а некоторые эуплоидные эмбрионы характеризуются некачественной морфологией [2]. Это повышает важность преимплантационного генетического тестирования (ПГТ-А) на анеуплоидии как метода отбора хромосомно здоровых эмбрионов [6, 7].

ПГТ-A, ранее известный как преимплантационный генетический скрининг, было предложено в качестве метода отбора эмбрионов с наибольшим потенциалом для успешной имплантации при ЭКО.

Новые достижения как в биопсии, так и в цитогенетике сделали возможным улучшение анализа ПГТ-A. Внедрены различные методы, включая флюоресцентную гибридизацию in situ, матричную сравнительную геномную гибридизацию (аrray сomparative genomic hybridization — aCGH), количественную ПЦР в реальном времени, разрешающую анализировать все хромосомы, и высокопроизводительное секвенирование (next generation sequencing — NGS) [8]. Каждый из методов имеют свои преимущества и недостатки. Широкое использование в генетической диагностике получили методы, позволяющие тестировать все 46 хромосом в процессе одного анализа, — aCGH и метод NGS, построенный на последовательности ДНК [7, 8]. При ПГТ-А проводится скрининг всего эмбрионального генома с возможностью диагностики анеуплоидии и микроструктурных хромосомных аномалий одномоментно во всех хромосомах. Включение в программы ВРТ различных методов ПГТ-А (aCGH, NGS), по данным H.H. Lai с соавт. [9], повышает вероятность возникновения клинической беременности до 45,0–53,2%.

Для получения материала проводят биопсию трофоэктодермы (внешнего слоя клеток) на стадии бластоцисты (5-й день развития эмбриона), что позволяет получить от эмбриона достаточное количество клеток, а следовательно, и ДНК [10]. Несмотря на общую высокую частоту имплантации, достигнутую после переноса эуплоидных эмбрионов [11], продолжаются споры относительно точности и безопасности этого подхода, а также о том, для каких пациентов это повысит вероятность рождения здорового живого ребенка [12–14].

При проведении ретроспективного когортного исследования 8227 женщин J. Miriam с соавт. [15] показано, что применение ПГТ-А ассоциируется с большой вероятностью живорождения среди женщин в возрасте 35 лет и старше, проходящих процедуру ЭКО. А в ретроспективном исследовании M. Franasiak с соавт. [16] продемонстрирован самый низкий риск развития эмбриональной анеуплоидии у женщин в возрасте 26–30 лет.

В исследовании S. Munne и соавт. [17] применение ПГТ-A не показало общего улучшения показателей текущей беременности и коэффициента живорождения у женщин в возрасте 25–40 лет, но авторы поддерживают применение методики ПГТ-A для женщин в возрасте 35–40 лет для улучшения результатов переноса замороженных эмбрионов.

По данным M. Viotti [18], хромосомные аномалии являются причиной значительной доли самопроизвольных выкидышей и врождённых нарушений.

Анеуплоидии эмбрионов могут возникать в результате мейотических и митотических ошибок. Мужской вклад в анеуплоидию эмбрионов мейотического происхождения происходит, когда анеуплоидный сперматозоид оплодотворяет эуплоидную яйцеклетку [19].

Действительно, в некоторых исследованиях описаны сильная корреляция между хромосомными аномалиями сперматозоидов и хромосомной конституцией эмбриона. Этот эффект рассматривается как причина более низких репродуктивных результатов у страдающих бесплодием [20].

В исследовании L. Rodrigo и соавт. [20] указано, что высокие уровни повреждения ДНК сперматозоидов способствуют остановке эмбриона и индуцируют апоптоз бластомеров. Напротив, Zhi-Hong Niu и соавт. [21] не наблюдали влияния повреждения ДНК сперматозоидов на оплодотворение и частоту наступления беременности после ЭКО, но наблюдали снижение частоты хороших эмбрионов у пациенток с аномальными показателями фрагментации ДНК. Более того, L. Simon и соавт. [22] обнаружили, что сперматозоиды с низким повреждением ДНК производят более высокий процент эмбрионов хорошего качества и более низкий процент эмбрионов низкого качества, чем сперматозоиды с высоким повреждением ДНК.

Таким образом, связь между генетическими дефектами спермы и клиническими результатами является спорной, что становится более очевидным при оценке публикаций, которые оценивают анеуплоидию сперматозоидов, чем те, которые оценивают целостность ДНК сперматозоидов. Тем не менее существует более широкий консенсус, связывающий оба генетических дефекта сперматозоидов с более высокой частотой выкидышей, и можно с уверенностью утверждать, что применение ПГТ-А будет положительно влиять на течение и исходы программ ВРТ.

За последние 8 лет резко увеличилось число беременностей после трансплантации матки [23]. Американское общество репродуктивной медицины рекомендует всем пациенткам, перенесшим трансплантацию матки, переносить по одному эмбриону [24, 25]. Поэтому строгие протоколы отбора эмбрионов имеют большое значение. Преимущества ПГТ-А для населения в целом включают повышение частоты имплантации и экономической эффективности, а также снижение частоты выкидышей, риска многоплодия, аномального потомства и эмоциональной нагрузки. Основным теоретическим преимуществом ПГТ-А является снижение воздействия иммуносупрессии за счет переноса эуплоидной бластоцисты.

Рандомизированное клиническое исследование с участием 205 женщин в возрасте от 38 лет до 41 года показало, что ПГТ-А не только увеличивает частоту родов и снижает частоту выкидышей, но и сокращает временной интервал до беременности на 7 нед по сравнению с непроверенными эмбрионами [26].

Существуют противоречивые данные о целесообразности проведения ПГТ-А у пациенток после трансплантации матки. Реципиентками трансплантации матки являются женщины с ограничениями в достижении материнства, которые хотят забеременеть и поэтому могут рассматриваться как уязвимая группа населения [27]. Реципиенты подвергаются известным и неизвестным рискам в рамках своего участия в клинических испытаниях и требуют значительно больше ресурсов, чем обычные пациентки с ЭКО.

Особенности ПГТ-А при трансплантации матки еще недостаточно изучены. Из-за сложного и рискованного характера процедуры трансплантации матки потенциальные реципиенты должны иметь в запасе достаточное количество высококачественных эмбрионов для трансплантации [25].

Таким образом, несмотря на большие преимущества ПГТ-А, вопрос о целесообразности проведения ПГТ-А в сканирующем режиме женщинам после ВРТ и с трансплантацией матки остается нерешенным в силу имеющихся ограничений [27]. В частности, необходимо учитывать возможный вред биопсии для эмбрионов с потенциалом живорождения, сомнительную эффективность ПГТ-А в улучшении результатов живорождения и увеличение затрат. Известно, что часть эмбриона, которая подвергается биопсии трофэктодермы, делится с высокой скоростью, увеличивая риск митотических ошибок. В результате этого биопсия может приводить как к ложноположительным, так и к ложноотрицательным результатам. Кроме того, процедура биопсии может нанести некоторый потенциальный вред эмбриону. 

Неинвазивные методы оценки имплантационного потенциала эмбриона

Для улучшения исходов беременности необходим поиск наиболее надежных биологических маркеров для прогнозирования репродуктивной способности эмбриона и матки. В последние годы наблюдается тенденция к использованию методов омиксных технологий, которые позволяют оценить полный молекулярный профиль эндометрия и эмбриона во время имплантации.

Появление биотехнологических технологий (анализ геномных, протеомных, транскриптомных, метаболомных профилей ооцитов, самих эмбрионов и культуральных сред) позволило улучшить знания в этой области, предоставив огромное количество информации о биологических процессах, происходящих в репродуктивной системе [28].

Значимость метаболомного статуса в имплантации эмбриона

Метаболическое профилирование или метаболом — это изучение различных метаболитов, являющихся продуктами обмена веществ в клетке, ткани, органе или организме.

Метаболомный анализ как технология базируется в основном на таких методах, как газовая и жидкостная хроматография, масс-спектрометрия, оптическая спектрометрия и капиллярный электрофорез. Метаболическое профилирование представляет собой более надежный параметр, независимый от морфологических параметров.

Целью метаболомного анализа является помощь в определении здорового и рецептивного эндометрия, а также отбор жизнеспособных эмбрионов для улучшения результатов ВРТ.

Несмотря на уникальную способность эмбриона к адаптации к питательным веществам, обеспечиваемым in vitro, минимальное воздействие субоптимальных условий культивирования может оказывать влияние на его метаболическую функцию, приводя к нарушению развития и потере имплантационной компетентности. Изучение пищевых потребностей и продуктов метаболизма у преимплантационного эмбриона на разных стадиях развития выявляют их влияние на процесс имплантации [29].

Так, в исследовании [30] для выявления анеуплоидий и половой принадлежности у эмбрионов был изучен уровень потребления глюкозы. Доказано повышенное в 3,4 раза потребление глюкозы в группе имплантировавшихся эмбрионов по сравнению неимплантировавшимися.

При оценке имплантационной способности эмбрионов наибольшую диагностическую ценность имеет изменение содержания L-фенилаланина, L-валина, L-пролина, аланил-глутамина, фенилпирувата и β-L-фукоза-1-фосфата в средах культивирования с успешной имплантацией эмбрионов [30].

L.K. Rebecca с соавт (2015) [31] провели сравнительный анализ метаболического профиля (аланин, глутамат, глутамин, пируват, глюкоза) эмбрионов in vivo по сравнению с эмбрионами, полученными in vitro. Эмбрионы бластоцисты, полученные in vitro, производят больше аланина, глутамата и глутамина и потребляют меньше пирувата на стадии бластоцисты по сравнению со стадиями дробления Глюкоза потреблялась бластоцистами человека, но не на достаточно высоком уровне, чтобы достичь значимых результатов. Потребление тирозина эмбрионами in vitro на стадии дробления свидетельствует о развитии бластоцисты, хотя потребление тирозина не является показателем качества бластоцисты.

По итогам многочисленных исследований, проведенных до сегодняшнего дня с применением метаболомного профиля для оценки жизнеспособности эмбриона применительно к женщинам, проходящим программы ВРТ, не выявлено статистически значимых доказательств влияния данного метода на повышение частоты живорождения, снижение числа выкидышей, многоплодных и внематочных беременностей или аномального потомства. Необходимы дальнейшие исследования, чтобы четко определить потенциальные преимущества и наиболее важные области применения метаболомного анализа в области вспомогательной репродукции.

Значимость протеомного статуса в имплантации

Протеомика представляет собой новую мощную технологию для идентификации как белков эмбрионального происхождения, так и различных заболеваний. При активном применении омиксных технологий (транскриптомики, метаболомики и геномики) на эмбрионах лабораторных животных показано, что жизнеспособные гаметы и эмбрионы обладают уникальными молекулярными свойствами с потенциальными биомаркерами, которые можно использовать для отбора по уровню развитию и/или жизнеспособности [32]. Особый интерес для ВРТ представляет секретом — белки, которые вырабатываются внутри эмбриона и выделяются в окружающую среду [33, 34]. Определение протеомного состава основано на применении трех ключевых технологий: одномерного электрофореза в полиакриламидном геле, двумерного электрофореза с последующей масс-спектрометрией и многомерного хроматографического разделения белков совместно с масс-спектрометрической детекцией [35].

Анализ среды культивирования эмбрионов на различных стадиях развития   становится актуальным в области репродуктивной медицины, он направлен на выявление новых молекулярных маркеров, связанных с самым высоким имплантационным потенциалом.

G. Tedeschi и соавт. провели сравнительный анализ белкового состава фолликулярной жидкости у женщин разных возрастных групп [4]. В 1-ю группу вошли женщины до 37 лет, во 2-ю — после 37 лет. Целью исследования было применение протеомных методов для определения уровня белков в питательной среде эмбрионов для выявления универсальных биомаркеров с целью оценки качества эмбрионов и их имплантационной способности. В ходе исследования впервые обнаружены 108 белков, которые были классифицированы на 6 основных групп по их функциональному назначению: оплодотворение и имплантация эмбриона; формирование эмбриона; регуляция нуклеиновых кислот; сигнальные белки; единичные белки; выключенные белки. Получены существенные различия между группами женщин по уровню экспрессии белков, ответственных за оплодотворение и имплантацию эмбриона (12% и 2% в 1-й и 2-й группах соответственно) и регулирующих взаимодействия нуклеиновых кислот (4% и 13% соответственно). Данные исследования доказали значимость роли белков в успешном оплодотворении в зависимости от возраста пациенток. Чем старше пациентка, тем меньше уровень экспрессии белков, а следовательно, низкая имплантационная способность.

Обширные исследования подтвердили увеличение убиктинилирования в матке при имплантации эмбриона, потенциальную роль убиквитиновой системы в контроле критических моментов имплантации [34]. Следовательно, нарушение регуляции убиквитиновой системы может являться решающим аспектом в неудачных исходах ЭКО. В группе женщин старшего репродуктивного возраста обнаружен также повышенный уровень убиквитина-2, который принимает участие в регуляции двух основных систем деградации: убиквитин-протеасомной и аутофагально-лизосомальной. Считается, что эти системы поддерживают раннее эмбриональное развитие [35].

Таким образом, низкий уровень успешной имплантации эмбриона после ЭКО у пациенток старшего репродуктивного возраста, скорее всего, обусловлен высокими показателями в культуральной среде эмбриона  проапоптотических белков, участвующих в регуляции убиквитиновой системы.

J.N. Hannan и соавт. провели сравнительный анализ белкового профиля имплантационных и неимплантационных бластоцист человека [36]. Изучено 120 белков, включая хемокины, цитокины, факторы роста и другие белки для определения имплантационной способности эмбриона. В ходе исследования применялся мембранный белковый чип. На первом этапе исследования статистический анализ показал, что секретом бластоцисты человека активно потребляет, метаболизирует CXCL13, SCF, MSP-Alpha, TRAILR3 и MIP-1B, а растворимый sTNFr1 и IL-10 секретировались в среду.

На следующем этапе обнаружено снижение концентрации CXCL13 и GM-CSR в кондиционированной среде от имплантировавшихся бластоцист, в отличие от концентраций данных белков в средах неимплантировавшихся бластоцист [37]. GM-CSF является важным белком в метаболизме бластоцисты и может являться перспективным биомаркером жизнеспособности бластоцисты. А значимость  белка CXCL13 (хемокин, привлекающий В-клетки) не изучена  ни в эмбриональном развитии, ни в процессе имплантации.

В рандомизированном исследовании M. Meintjes и соавт. проведен сравнительный анализ результатов обследования 528 пациентов, прошедших стандартное ЭКО или ИКСИ, при добавлении в культуральные среды более сложных человеческих белковых структур с целью повышения частоты имплантации и коэффициента рождаемости [38]. Культивирование эмбрионов происходило либо в среде с добавлением  (HSA, Human serum albumin), человеческого сывороточного альбумина в качестве отдельной белковой добавки, либо в среде HSA с добавлением заменителя сыворотки (SSS) на стадии 2PN (нормальное оплодотворение)  до момента переноса эмбрионов. В итоге были получены следующие результаты: при переносе эмбрионов, культивированных в HSA+SSS, в 50,6% случаев наблюдались более высокие показатели имплантации эмбрионов и показателей живорождения по сравнению с женщинами, чьи эмбрионы культивировались только в среде HSA (43,8%).

Несмотря на достигнутые успехи в данной области, на сегодняшний день четко не определен спектр белковых структур, которые позволили бы отбирать эмбрионов с наиболее высоким имплантационным потенциалом. Применение более сложных белков в составе культуральных сред способствует улучшению клинических результатов, но существенно препятствует поиску биомаркеров — белков эмбрионального происхождения, что обусловлено сложностью среды и весьма низкими концентрациями секретируемых белков. 

Анализ профиля малых некодирующих РНК

Изучение и обнаружение множественных видов РНК способствовало беспрецедентному открытию некодирующих РНК (нкРНК) [39].

В начале XXI в. секвенирование и вычислительный анализ генома мыши и человека показали, что 98% нежелательной ДНК можно транскрибировать.

Вместе с тем, лишь после разработки проектов ENCODE (Encyclopedia of DNA Elements) в 2005 г. стало очевидным, что почти 80% генома человека может быть транскрибировано в различные нкРНК [40]. Исходя из функции клеток, структуры, физических и химических свойств [37], нкРНК могут быть разделены на множественные подклассы: кольцевые РНК (цирРНК), микроРНК (миРНК), взаимодействующие с белками Рiwi (пиРНК), длинные некодирующие РНК (днкРНК) и др.

За последнее время значительный интерес проявляется к изучению миРНК и пиРНК вследствие их особого влияния на фенотип и функциональную активность клеток. Более того, выявление концентрации их экспрессии в культуральной среде может служить диагностическим и прогностическим маркером с целью определения качества эмбриона и его имплантационной способности.

ПиРНК представляют собой новый тип малых нкРНК, состоят из 26–32 нуклеотидов, которые специфически связываются с белками подсемейства PIWI (P-element induced wimphy testis), принадлежащими к семейству Argonaute. Многочисленные исследования выявили факторы, принимающие участие в каждой цепи пути образования пиРНК, тем не менее молекулярная роль этих факторов остается неизвестной [41].

Существуют два различных режима биогенеза цитоплазматических пиРНК.

Первичные пиРНК образуются посредством последовательного расщепления предшественников и представляют собой антисмысловые транскрипты, а вторичный биогенез пиРНК инициируется направляемым ими расщеплением мишени. Взаимное расщепление смысловых и антисмысловых транскриптов двумя партнерскими пиРНК приводит к амплификации пиРНК — циклу «пинг-понг».

Пинг-понговые циклы могут быть как гомотипическими, так и гетеротопическими. Ядерные белки Piwi нацелены на формирующиеся транскрипты транспозонов и опосредуют локальное образование гетерохроматина и подавление транскрипции. Цитоплазматические белки Piwi вызывают посттранскрипционное замалчивание посредством слайсер-опосредованного расщепления мишени.

Помимо Piwi, клетки зародышевой линии также экспрессируют Aub и Ago3. Преобладает мнение, что предшественники пиРНК сначала процессируются в первичные пиРНК, которые загружаются в Piwi и Aub [42, 43]. В то время как загруженный Piwi перемещается в ядро, вызывая молчание транскрипции, Aub остается цитоплазматическим и расщепляет РНК-мишени, чтобы запустить биогенез вторичных пиРНК, питающих Ago3. Следовательно, пиРНК, связанные с Piwi, должны быть независимыми от вторичного биогенеза пиРНК.

МиРНК представляют собой небольшие эндогенные некодирующие РНК, которые участвуют во многих биологических процессах, включая пролиферацию, дифференцировку, регуляцию экспрессии генов, оогенез и сперматогенез [44]. МиРНК присутствуют в гаметах человека, преимплантационных эмбрионах, где они играют решающую роль в различных путях, участвующих в развитии эмбриона.

M. Selbach и соавт. [45] показали, что миРНК вызывают умеренные изменения экспрессии в большом количестве генов-мишеней, но другие исследования демонстрируют сильную целевую репрессию при прямой трансфекции миРНК или в экспериментах с репортерным геном [10]. По сути, эффективность целевого подавления со стороны регуляция миРНК определяется рядом факторов, которые еще не до конца изучены. МиРНК секретируются в мембранно-связанных экзосомах, а микровезикулы связаны со стабилизирующими белками и могут обнаруживаться практически во всех жидкостях организма, включая кровь, мочу, слюну, слезы, грудное молоко, сперму, амниотическую, спинномозговую, перитонеальную и плевральную жидкости.

Интерес к миРНК неуклонно растет на протяжении последних 17 лет. Обнаружено около 1000 миРНК, из них более 130 секретируются как из бластоцисты, так и из эндометрия и служат сигналом для изменения экспрессии генов. В литературе имеются несколько обзоров, посвященных миРНК и имплантации эмбриона [46]. Е. Rosenbluth и соавт. обнаружили, что профили миРНК в биоптатах бластоцист могут отличаться у эуплоидных эмбрионов по сравнению с анеуплоидными [47]. При анализе миРНК выявлено, что miR-141, miR-27b, miR-339-3p и miR-345 были более высоко экспрессированы у эуплоидных эмбрионов по сравнению с анеуплоидными. В другом исследовании показано, что экспрессия miRNA-191 была повышена в среде культивирования бластоцист анеуплоидных эмбрионов [48].

Повышенная концентрация экспрессии miR-142-3-p в питательной среде эмбриона в экспериментальном исследовании E.Jr. Borges и соавт. признана потенциальным биомаркером неудачной имплантации у бластоцисты [49].

Имплантация эмбриона требует оптимальной среды в эндометрии, которая может включать передачу сигналов миРНК. Обнаружено значительное различие уровня экспрессии миРНК в менструальном цикле между секреторной и пролиферативной фазами, гормональные и циклические изменения связывают с экспрессией миРНК [50].

S. Kuokkanen и соавт. отмечали повышенную концентрацию miR-30b и miR-30d в секреторной фазе эндометрия по сравнению с клетками поздней пролиферативной фазы в небольшом образце [51]. J.D.K. Kresowik и соавт. обнаружили повышенный уровень miR-30b и miR-30d исключительно в секреторной фазе менструального цикла [50].

Изучение миРНК представляет собой инновационное исследование для оценки качества эмбриона и их имплантационной способности в программах ВРТ. Основными преимуществами данного метода являются информативность, неинвазивность, высокая скорость анализа. Циркулирующие миРНК устойчивы к активности РНКазы в крови, так как их переносчиками служат микровезикулы и экзосомы, защищающие их от активности РНКазы. Вместе с тем экспрессия миРНК претерпевает динамические изменения во время преимплантационного развития эмбриона.

Заключение

За последние годы в области ВРТ были достигнуты значительные успехи, благодаря применению ПГТ — хорошо зарекомендовавшей себя точной и безопасной клинической процедурой. Однако дополнительные генетические данные, такие как хромосомный мозаицизм у эмбрионов, протестированных на моногенные заболевания, поставили новые задачи перед генетическим консультированием.

Омиксные технологии значительно расширили возможности идентификации новых потенциальных биомаркеров для характеристики жизнеспособных эмбрионов и восприимчивости эндометрия, а также предоставили огромный выбор ключевых молекул, которые полезны для выявления молекулярных причин неудач имплантации или других связанных с ними нарушений. Вместе с тем остается открытым вопрос об этических аспектах использования данных методов.

Разработка и использование передовых геномных технологий оказывают все большее влияние на комплексную диагностику и лечение бесплодных пар. Дальнейшее развитие и применение этих современных методов требует тесного сотрудничества между областью ВРТ и клинической генетикой.

1. Bashiri A., Halper K.I., Orvieto R. Recurrent implantation failure — update overview on etiology, diagnosis, treatment and future directions. Reprod. Biol. Endocrinol. 2018; 16(1): 121. DOI: 10.1186/s12958-018-0414-2
2. Савостина Г.В., Перминова С.Г., Тимофеева А.В., Веюкова М.А. Современные методы оценки имплантационного потенциала эмбрионов в программах вспомогательных репродуктивных технологий. Доктор.Ру. 2021; 20(8): 12–18. [Savostina G.V., Perminova S.G., Timofeeva A.V., Veyukova M.A. Modern methods for assessment of the implantation potential of embryos in assisted reproductive programs. Doctor.Ru. 2021; 20(8): 12–18. (in Russian)]. DOI: 10.31550/1727-2378-2021-20-8-12-18
3. Ermano G., Katarzyna L., Maria G.M. et al. Preimplantation genetic testing: where we are today. Int. J. Mol. Sci. 2020; 21(12): 4381. DOI: 10.3390/ijms21124381
4. Tedeschi G., Albani E., Borroni E.M. et al. Proteomic profile of maternal-aged blastocoel fluid suggests a novel role for ubiquitin system in blastocyst quality. J. Assist. Reprod Genet. 2017; 34(2): 225–238. DOI: 10.1007/s10815-016-0842-x
5. Minasi M.G., Fiorentino F., Ruberti A. et al. Genetic diseases and aneuploidies can be detected with a single blastocyst biopsy: a successful clinical approach. Hum. Reprod. 2017; 32(8): 1770–1777. DOI: 10.1093/humrep/dex215
6. Litwicka K., Mencacci C., Arrivi C. et al. HCG administration after endogenous LH rise negatively influences pregnancy rate in modified natural cycle for frozen-thawed-euploid-blastocyst-transfer: a pilot study. J. Assist. Reprod. Genet. 2018; 35(3): 449–455. DOI: 10.1007/s10815-017-1089-x
7. Reignier A., Lammers J., Barriere P., Freour T. Can time-lapse parameters predict embryo ploidy? A systematic review. Reprod. Biomed. Online 2018; 36(4): 380–387. DOI: 10.1016/j.rbmo.2018.01.001
8. Schmutzler A.G. Theory and practice of preimplantation genetic screening (PGS). Eur. J. Med. Genet. 2019; 62(8): 103670. DOI: 10.1016/j.ejmg.2019.103670
9. Lai H.H., Chuang T.H., Wong L.K. et al. Identification of mosaic and segmental aneuploidies by next-generation sequencing in preimplantation genetic screening can improve clinical outcomes compared to array-comparative genomic hybridization. Mol. Cytogenet. 2017; 10: 14. DOI: 10.1186/s13039-017-0315-7
10. Wu Y., Zhang Na, Li Ying-Hua et al. Citrinin exposure affects oocyte maturation and embryo development by inducing oxidative stressmediated apoptosis. Oncotarget. 2017; 8 (21): 34525–34533. DOI: 10.18632/oncotarget.16776
11. Simon A.L., Kiehl M., Fischer E. et al. Pregnancy outcomes from more than 1,800 in vitro fertilization cycles with the use of 24-chromosome single-nucleotide polymorphism-based preimplantation genetic testing for aneuploidy. Fertil. Steril. 2018; 110(1): 113–121. DOI: 10.1016/j.fertnstret.2018.03.026
12. Barad H.D., Darmon S.K., Kushnir V.A. et al. Impact of preimplantation genetic screening on donor oocyte-recipient cycles in the United States. Am. J. Obstet. Gynecol. 2017; 217(5): 576.e1–576.e8. DOI: 10.1016/j.ajog.2017.07.023
13. Paulson R.J. Preimplantation genetic screening: what is the clinical efficiency? Fertil. Steril. 2017; 108(2): 228–230. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2017.06.023
14. Munne S., Frattarelli L J., Kaplan B., Gysier M. Global multicenter randomized controlled trial comparing single embryo transfer with embryo selected by preimplantation genetic screening using nextgeneration sequencing versus morphologic assessment. Fertil. Steril. 2017; 108(3): e19. DOI: 10.1016/j.fertnstret.2017.07.079
15. Miriam J.H., Murphy A.L., Modest M.A. et al. Comparison of pregnancy outcomes following preimplantation genetic testing for aneuploidy using a matched propensity score design. Hum. Reprod. 2020; 35(10): 2356–2364. DOI: 10.1093/humrep/deaa161
16. Franasiak M.J., Scott R.T.Jr. Embryonic aneuploidy: overcoming molecular genetics challenges improves outcomes and changes practice patterns. Trends Mol. Med. 2014; 20(9): 499–508. DOI: 10.1016/j.molmed.2014.06.006
17. Munne S., Kaplan B., Fratterelli J.L. et al. Preimplantation genetic testing for aneuploidy versus morphology as selection criteria for single frozen-thawed embryo transfer in good-prognosis patients: a multicenter randomized clinical trial. Fertil. Steril. 2019; 112(6): 1071–1079.e.7. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2019.07.1346
18. Viotti M. Preimplantation genetic testing for chromosomal abnormalities: aneuploidy, mosaicism, and structural rearrangements. Genes (Basel). 2020; 11(6): 602. DOI: 10.3390/genes11060602
19. Daughtry L.B., Chavez L.Sh. Chromosomal instability in mammalian pre-implantation embryos: potential causes, detection methods, and clinical consequences. Cell Tissue Res. 2016; 363(1): 201–225. DOI:10.1007/s00441-015-2305-6
20. Rodrigo L., Meseguer M., Mateu E. et al. Sperm chromosomal abnormalities and their contribution to human embryo aneuploidy. Biol. Reprod. 2019; 101(6): 1091–1101. DOI: 10.1093/biolre/ioz125
21. Niu Zhi-Hong, Shi Hui-Juan, Zhang Hui-Qin et al. Sperm chromatin structure assay results after swim-up are related only to embryo quality but not to fertilization and pregnancy rates following IVF. Asian J. Androl. 2011; 13(6): 862–866. DOI: 10.1038/aja.2011.77
22. Simon L., Murphy K., Shams M.B. et al. Paternal influence of sperm DNA integrity on early embryonic development. Hum. Reprod. 2014; 29(11): 2402–2412. DOI: 10.1093/humrep/deu228
23. Brannstorm M., Kaher D P., Griete R. et al. Uterus transplantation: a rapidly expanding field. Transplantation. 2018; 102(4): 569–577. DOI: 10.1097/TP.0000000000002035
24. Chattopadhyay Rh., Richards E., Libby V., Flyckt R. Preimplantation genetic testing for aneuploidy in uterus transplant patients. Ther. Adv. Reprod. Heakth. 2021; 15: 26334941211009848. DOI: 10.1177/26334941211009848
25. Practice Committee of the American Society for Reproductive Medicine. American Society for Reproductive Medicine position statement on uterus transplantation: a committee opinion. Fertil. Steril. 2018; 110(4): 605–610. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2018.06.017
26. Rubio C., Rodrigo L., Garcia-Pascual C. et al. Clinical application of embryo aneuploidy testing by next-generation sequencing. Biol. Reprod. 2019; 101(6): 1083–1090. DOI: 10.1093/biolre/ioz019
27. Rosenwaks Z., Handyside H.A., Fiorentino F. et al. The pros and cons of preimplantation genetic testing for aneuploidy: clinical and laboratory perspectives. Fertil. Steril. 2018; 110(3): 353–361. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2018.06.002
28. Boon R.A., Kasey V.C. Intercellular transport of microRNAs. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 2013; 33(2): 186–192. DOI: 10.1161/ATVBAHA.112.300139
29. Gardner D.K., Wale P.L. Analysis of metabolism to select viable human embryos for transfer. Fertil. Steril. 2013; 99(4): 1062–1072. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2012.12.004
30. Зорина И.М. Роль молекулярных и генетических предикторов в оптимизации программ вспомогательных репродуктивных технологий при селективном переносе эмбриона: автореф. дис. … канд. мед. наук. М.; 2019. [Zorina I.M. The role of molecular and genetic predictors in optimizing programs of assisted reproductive technologies in selective embryo transfer: thesis dis. … Cand. Sci. (Med.). Moscow; 2019. (in Russian)]
31. Rebecca K.L., Adam H.L., Paczkowski M. et al. Applying metabolomic analyses to the practice of embryology: physiology, development and assisted reproductive technology. Reprod. Fertil. Dev. 2015; 27(4): 602–620. DOI: 10.1071/RD14359
32. Jensen L.P., Beck C.H., Petersen S.T. et al. Proteomic analysis of the early bovine yolk sac fluid and cells from the day 13 ovoid and elongated preimplantation embryos. Theriogenology. 2014; 82(5): 657–667. DOI: 10.1016/j.theriogenology.2014.04.028
33. Kaihola H., Yaldir G.F., Bohlin Th. et al. Levels of caspase-3 and histidine-rich glycoprotein in the embryo secretome as biomarkers of good-quality day-2 embryos and high-quality blastocysts. PLoS One. 2019; 14(12): e0226419. DOI: 10.1371/journal.pone.0226419
34. Grzmil P., Altmann E.M., Adham M.I. et al. Embryo implantation failure and other reproductive defects in Ube2q1-deficient female mice. Reproduction. 2013; 145(1): 45–56. DOI: 10.1530/REP-12-0054
35. Uyar A., Seli E. Metabolomic assessment of embryo viability. Semin. Reprod. Med. 2014; 32(2): 141–152. DOI: 10.1055/s-0033-1363556
36. Hannan J.N., Salamonsen A.L. CX3CL1 and CCL14 regulate extracellular matrix and adhesion molecules in the trophoblast: potential roles in human embryo implantation. Biol. Reprod. 2008; 79(1): 58–65. DOI: 10.1095/biolreprod.107.066480
37. Amin N., McGrath A., Phoebe Chen Yi-P. Evaluation of deep learning in non-coding RNA classification. Nat. Res. 2019; 1(5): 246–256. DOI: 1038/s42256-019-0051-2
38. Meintjes M., Chantilis J.S., Ward D.C. et al. A randomized controlled study of human serum albumin and serum substitute supplement as protein supplements for IVF culture and the effect on live birth rates. Hum Reprod. 2009; 24(4): 782–78 DOI: 10.1093/humrep/den396
39. Boland R.C. Non-coding RNA: it's not junk. Dig. Dis. Sci. 2017; 62(5): 1107–1109. DOI: 10.1007/s10620-017-4506-1
40. Djebali S., Davis C.A., Merkel A. et al. Landscape of transcription in human cells. Nature. 2012; 489(7414): 101–108. DOI: 10.1038/nature11233
41. Czech B., Munafò M., Ciabrelli F. et al. piRNA-guided genome defense: from biogenesis to silencing. Annu. Rev. Genet. 2018; 52: 131–157. DOI: 10.1146/annurev-genet-120417-031441
42. Senti K.A., Brennecke J. The piRNA pathway: a fly's perspective on the guardian of the genome. Trends Genet. 2010; 26(12): 499–509. DOI: 10.1016/j.tig.2010.08.007
43. Brennecke J., Aravin A.A., Stark A. et al. Discrete small RNA-generating loci as master regulators of transposon activity in Drosophila. Cell. 2007; 128(6): 1089–1103. DOI: 10.1016/j.cell.2007.01.043
44. Keneda M., Tang F., O’Caroll D. et al. Essential role for Argonaute2 protein in mouse oogenesis. Epigenetics Chromatin. 2009; 2(1): 9. DOI: 10.1186/1756-8935-2-9
45. Selbach M., Schwanhäusser B., Thierfelder N. et al. Widespread changes in protein synthesis induced by microRNAs. Nature. 2008; 455(7209): 58–63. DOI: 10.1038/nature07228
46. Liang J., Wang Sh., Wang Zh. Role of microRNAs in embryo implantation. Reprod. Biol. Endocrinol. 2017; 15(1): 90. DOI: 10.1186/s12958-017-0309-7
47. Rosenbluth E., Shelton N.D., Sparks A.E.T. et al. MicroRNA expression in the human blastocyst. Fertil. Steril. 2013; 99(3): 855–861.e3. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2012.11.001
48. Rosenbluth M.E., Shelton N.D., Wells M.L. et al. Human embryos secrete microRNAs into culture media — a potential biomarker for implantation. Fertil. Steril. 2014; 101(5): 1493–1500. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2014.01.058
49. Borges E.Jr., Setti A.S., Braga D.P.A.F. et al. miR-142-3p as a biomarker of blastocyst implantation failure — a pilot study. JBRA Assist. Reprod. 2016; 20(4): 200–205. DOI: 10.5935/1518-0557.20160039
50. Kresowik J.D.K., Devor J.E., Voorhis J.B., Lesile K.K. MicroRNA-31 is significantly elevated in both human endometrium and serum during the window of implantation: a potential biomarker for optimum receptivity. Biol. Reprod. 2014; 91(1): 17. DOI: 10.1095/biolreprod.113.116590
51. Kuokkanen S., Chen B., Ojalvo L. et al. Genomic profiling of microRNAs and messenger RNAs reveals hormonal regulation in microRNA expression in human endometrium. Biol. Reprod. 2010; 82(4): 791–801. DOI: 10.1095/biolreprod.109.081059